Morphogénèse florale

Notre groupe cherche à déchiffrer les mécanismes moléculaires de la morphogenèse des organes chez les plantes. Dans ces études nous utilisons en particulier le pétale comme model (Szecsi et al., 2014). Les pétales influencent la qualité de la fleur par leur taille, leur forme, leur couleur, leur parfum, mais également par leur nombre dans la corolle. Nous focalisons nos travaux sur :
(1) Comment la prolifération et la croissance cellulaires sont-elles régulées au cours de la morphogenèse des organes pour atteindre la forme et la taille caractéristiques d’un organe ?
(2) Les mécanismes moléculaires et génétiques qui contrôlent les caractères floraux qui influencent la qualité des fleur ; le nombre de pétales, parfum etc.
Dans ces études nous utilisons les plantes modèles Arabidopsis thaliana et Rosa sp., ainsi que le modèle animal Drosophila melanogaster. Une stratégie associant les approches de criblage différentiel d’expression des gènes, de transcriptomique, de mutagenèse, et d’analyses génétiques, moléculaires et biochimiques est entreprise.

- Projet1 Contrôle de la morphogenèse du pétale par la voie BIGPETAL : une interaction entre les voies des jasmonates et l’auxine
- Projet2 The TRANSLATIONALLY CONTROLLED TUMOR PROTEIN (TCTP) an universal regulator of cell cycle progression during morphogenesis
- Projet3 Morphogenèse et fonction florale chez le rosier : approches génomique, transcriptomique, génétique et moléculaire.

Les membres de l'équipe
BENDAHMANE Mohammed (DR2, INRA)
VERGNE Philippe (IR1 INRA)
DUBOIS Annick (CR1 INRA)
SZECSI Judit (IR2 INRA)
RAYMOND Olivier (MdC Lyon1)
JUST Jeremy (IR2 CNRS)
BOLTZ Véronique (TR INRA)
Priscilla Angelo (ATP2, INRA)
BARDOUX Claudia (ATP1, INRA)
XIAOPENG FU (Post-doc-France-China Cooperation FFSCA)
BETSCH Léo (Doctorant)
SAVARIN Julie (Doctorante)
PELLE Diane (Doctorante)
THOMAS Aurélie (IE, CDD-ANR)
GOVETTO Benjamin (PhD. Co-direction Univ Marseille)
HARAGHI Aimen (PhD. Co-direction –IPS2- Univ Orsay

Anciens Membres
MARTEAUX Benjamin (IE, CDD-ANR)
BIDANI Amira (Post-doc)
BROUDES Florian (PhD, 2010)
WIPERMANN Barbara (PhD, 2013)
VIALETTE Aurélie (Post-doc)
ROCCIA Aymeric (PhD, 2013)
LEROUX Julie (IE CDD ANR)
GIRIN Thomas (Post-doc)
YANG Shu-Hua (Post-doc)

Nos publications

OFFRES DE STAGES / RECRUTEMENTS


Contrôle de la morphogenèse du pétale par la voie BIGPETAL : une interaction entre les voies des jasmonates et l’auxine

Judit Szecsi, Jeremy Just, Diane Pele, C. Bardoux


Nos travaux ont permis d’identifier une voie de régulation impliquant deux hormones végétales, contrôlant la division cellulaire et la croissance cellulaire. Un signal initié par les jasmonates (JA) en aval des gènes de la détermination de l’identité des organes floraux contrôle l’expression du gène BIGPETAL (BPE, Szecsi et al., 2006). Ce contrôle s’exerce au niveau post-transcriptionnel par la synthèse d’un variant d’épissage du gène BIGPETAL, BPEp, exprimé préférentiellement dans le pétale (Brioudes et al., 2009). BPEp limite alors l’expansion cellulaire du pétale. La protéine BPEp agit en synergie avec la protéine AUXIN RESPONSE FACTOR8 (ARF8) pour contrôler négativement la prolifération cellulaire aux stades précoces de l’organogenèse du pétale. Aux stades plus tardifs, cette interaction génétique se double d’une interaction physique pour limiter l’expansion cellulaire de l’organe (Varaud et al., 2011). Notre objectif est de découvrir les mécanismes sous-jacents impliquant la signalisation par les hormones acide jasmonique et auxine et le rôle de l’interaction entre ces deux voies hormonales dans le contrôle du développement du pétale. Nous cherchons plus précisément à comprendre le rôle de la voie de signalisation des jasmonates dans la régulation de l’épissage du gène BIGPETAL et dans le contrôle de la croissance cellulaire post-mitotique.

The TRANSLATIONALLY CONTROLLED TUMOR PROTEIN (TCTP) an universal regulator of cell cycle progression during morphogenesis

Judit Szécsi, Jeremy Just,Julie Savarin, Léo Betsch, Veronique Boltz


Le lien entre la fonction et la régulation des gènes et la taille et la forme des organes reste peu compris chez les animaux et chez les plantes, et reste l’un des sujet-clé de la biologie du développement. Nous avons récemment identifié une des fonctions de la protéine TRANSLATIONALLY CONTROLLED TUMOR PROTEIN (TCTP) dans le développement des organes utilisé d’ Arabidopsis et de Drosophila. Depuis une dizaine d’années TCTP est un facteur connu dont la surexpression est associée à de nombreux cancers. Notre étude a mis en évidence la fonction de TCTP comme régulateur de la transition G1/S du cycle cellulaire (Brioudes et al., 2010). Nous avons mis en évidence la conservation cette fonction entre les animaux et les plantes. Notre travail a montré que la plante Arabidopsis constitue un bon modèle pour l’exploration de cette fonction de régulation du cycle cellulaire, et les connaissances acquises grâce à la plante pourraient contribuer à mieux comprendre les maladies associées à la dérégulation de la protéine TCTP chez les mammifères. Notre but est de comprendre en détails le rôle de TCTP dans le contrôle de la progression du cycle cellulaire.

Morphogenèse et fonction florale chez le rosier : approches génomique, transcriptomique, génétique et moléculaire

Annick Dubois, Olivier Raymond, Philippe Vergne, Priscilla Angelo, Claudia Bardoux, Aurélie Thomas, FU Xiaopeng, Hinda Talaron


Les roses font partie intégrante de nombreuses sociétés humaines. De nombreux caractères de cette plante pérenne ornementale ont une importance économique majeure, tels le temps et le mode de floraison, la taille, la couleur et le parfum de la fleur (Bendahmane et al., 2013). Ces caractères sont seulement partiellement compris car souvent ils n’existent pas dans les plantes modèles. Le but de notre équipe est de découvrir les mécanismes fondamentaux qui contrôlent ces caractères développementaux, en focalisant notre travail sur le développement de la fleur. Cette plante a été choisie comme modèle ornemental pour la richesse de ses caractères floraux. De plus, elle possède un génome de petite taille (560 Mb) et un cycle reproductif court pour une plante pérenne (environ 1 an après gérmination). (http://www.efor.fr/fiche-rosasp.php).

Outils de génomique, génétique fonctionnelle et transcriptomique
Nous avons développé et/ou établi de nombreux outils de biologie moléculaire et biotechnologie pour comprendre la fonction des gènes du développement floral du rosier, ainsi que des outils de transcriptomique basés sur le séquençage haut débit (Dubois et al., 2012 ; Yan et al., 2014 ; https://iant.toulouse.inra.fr/plants/rosa/FATAL/) et l’utilisation de microarrays (Dubois et al., 2011). Plus récemment nous avons démarré un projet de séquençage du génome dans le cadre d’un consortium international. Nous possédons une collection d’une cinquantaine de rosiers à l’ENS, incluant une vingtaine d’accessions sauvages. L’ensemble de ces outils nous permet d’étudier plusieurs aspects de la morphogenèse florale chez la rose (Bendahmane et al., 2013), notamment l’initiation florale (Dubois et al., 2011), l’architecture florale, la méiose (collaboration avec M. Le Bris, laboratoire IMBE, Université d’Aix Marseille) et le parfum des pétales (collaboration S. Baudino, laboratoire BVPAM de l’Université de Saint-Etienne ; Scalliet et al., 2002 ; 2006 ; 2008 ; Channelière et al., 2002).

Initiation florale chez la rose et formation des fleurs doubles
Nous utilisons une combinaison d’approches de génétique, génétique fonctionnelle sur des gènes candidats et transcriptomique pour identifier les mécanismes moléculaires contrôlant le nombre de pétales chez les rosiers cultivés. Alors que les rosiers sauvages ne possèdent que 5 pétales, la plupart des rosiers cultivés sont à fleurs doubles, c’est-à-dire une nombre de pétales supérieur à 10. Le phénotype « fleur double » est associé à la restriction vers le centre du méristème floral du domaine d’expression d’un gène homéotique, AGAMOUS. Ce phénomène est conservé chez des fleurs doubles ayant été domestiquées indépendamment en Asie et en Europe (région péri-méditerranéenne) (Dubois et al., 2010). Nous recherchons quelles mutations ont été sélectionnées dans ces cultivars à fleurs doubles en combinant des approches de génétique moléculaire, transcriptomique, et la validation fonctionnelle in planta.

Biosynthèse et émission des parfums chez la rose
Le parfum des roses est composé de centaines de molécules odorantes. En collaboration avec le groupe du Dr Sylvie Baudino, (laboratoire BV-PAM, Université de saint-Etienne), nous recherchons les voies de biosynthèse des composés volatils et aromatiques chez la rose. Nous avons identifié les ORCINOL METHYL TRANSFERASES (OOMT) impliquées dans la biosynthèse du dimethoxytoluene (DMT), responsable de l’odeur de thé des roses modernes (Scalliet et al., 2002 ; 2006). Nous avons déchiffré les mécanismes de l’apparition de ce caractère chez les roses chinoises et par des approches de phylogénie moléculaire et d’étude fonctionnelle des enzymes, nous avons montré que l’évolution des gènes d’OOMT a été un facteur déterminant pour l’acquisition d’un nouveau parfum chez les roses sauvages chinoises (Scalliet et al., 2008).
Récemment, nous avons identifié une nouvelle voie de synthèse des monoterpènes. Les monoterpènes, tels que le géraniol, contribuent beaucoup au parfum typique de rose, jusqu’à 70% pour certaines variétés. Avant notre étude, on pensait qu’il n’existait qu’une seule voie de biosynthèse de ces composés, faisant intervenir des enzymes de la famille des terpènes synthases.
Nous avons démontré que chez la rose la synthèse des monoterpènes est originale. Elles sont synthétisées par une enzyme particulière appelée nudix hydrolase, RhNUDX1 au niveau du cytosol. Les roses non parfumée n’expriment pas cette enzyme RhNUDX1. La RhNUDX1 intervient dans la synthèse du parfum de rose en déphosphorylant un précurseur selon le schéma ci-contre (Magnard et al., Science 2015)


Agenda

<<

2017

 

<<

Juillet

 

Aujourd'hui

LuMaMeJeVeSaDi
262728293012
3456789
10111213141516
17181920212223
24252627282930
31123456
Aucun évènement à venir les 6 prochains mois